zum Inhalt springen
Powered by

3D-Einblicke in die molekulare Teamarbeit in Biomembranen

Für einen Chemiker ist die Biomembran der Zelle eine garstige Sache. Proteine, die in ihr fest verankert sind, lassen sich nur schwer mit den gängigen Methoden der Biochemie untersuchen, erst recht nicht, wenn es um ihre dreidimensionale Struktur und um Interaktionen mit anderen Proteinen geht. Die Forschungsgruppe von Prof. Dr. Anne S. Ulrich vom Karlsruher Institut für Technologie (KIT) hat eine Methode entwickelt, mit der Einblicke bis auf die Ebene der einzelnen Atome möglich sind, und dazu noch in der natürlichen Umgebung der Lipiddoppelschicht. Wie genau wirken antimikrobielle Peptide an der Membran eines Bakteriums? Auf welche Weise bahnt sich ein Virus seinen Weg durch die Hülle der Wirtszelle? Wie wird die Information von Hormon- oder Neurotransmitter-Signalen ins Zellinnere übersetzt? Und lassen sich mit diesem Wissen neue Substanzen herstellen, deren molekulare Eigenschaften genau definiert werden können, etwa im Kampf gegen Krebs oder Infektionen?

Rund dreißig Prozent aller Proteine in einer Zelle stehen mit einer Biomembran in Verbindung – einige durchqueren die Lipiddoppelschicht, manchmal sogar mehrfach, andere sind an Membranen gebunden und ragen in den extra- oder intrazellulären Raum hinein. Die Pharmaindustrie hat längst erkannt, dass die Membranen von Zellen wichtige Angriffspunkte für Medikamente darstellen. So wirkt Aspirin an einem Membranprotein, um die Schmerz-Signalweiterleitung zu unterbinden, um nur ein Beispiel zu nennen. Forscher sind heute stark an den Struktur-Funktions-Beziehungen von Membranproteinen und von membranaktiven Peptiden interessiert. Zu ihren Zielsubstanzen gehören zum Beispiel Ionenkanäle, Signalrezeptoren, Peptid-Antibiotika oder auch Trojaner, die die Zellmembran als Medikament-Transportfähren überqueren können. „In allen diesen Fällen interessiert uns nicht nur die dreidimensionale Gestalt dieser Moleküle, sondern auch, auf welche Weise sie miteinander wechselwirken“, sagt Prof. Dr. Anne S. Ulrich vom Institut für Biologische Grenzflächen 2 (IBG-2) am Karlsruher Institut für Technologie (KIT). „Hierfür schauen wir uns die Moleküle im membrangebundenen Zustand an und versuchen durch gezielte Manipulation der molekularen Kontaktflächen Rückschlüsse über ihre Wirkmechanismen zu erhalten.“

Die Arbeitsgruppe von Prof. Dr. Anne S. Ulrich (vorne in Weiß). © Prof. Dr. Anne S. Ulrich

Ein besonderer Trick

Moleküle, die an oder in einer Membran sitzen, lassen sich oft nicht leicht untersuchen. In der Lipiddoppelschicht des zellulären Hüllgewebes herrschen widerspenstige molekulare Kräfte, die ein Chemiker zunächst überwinden muss, um ein Molekül zu isolieren. Allerdings haben Rückschlüsse über die dreidimensionale Struktur eines Membranproteins, das in wässriger Lösung betrachtet wird, wenig Aussagekraft in Bezug auf seine räumliche Anordnung im natürlichen Milieu. Denn in der Membran werden Moleküle gezielt eingelagert und interagieren oft auf eine kaum vorhersehbare Art mit den Lipiden und anderen Proteinen. Die beliebte Strukturaufklärungsmethode der Kristallografie liefert gute Ergebnisse nur für Moleküle, die aus der Lipiddoppelschicht gelöst wurden und in Form von gereinigten Kristallen vorliegen. „Ich habe deshalb vor ungefähr fünfzehn Jahren damit angefangen, eine andere Methode für membranaktive Peptide und Membranproteine zu entwickeln“, sagt Ulrich. „Unsere heute optimierte Form der Festkörper-Magnetresonanz-Spektroskopie (NMR) erlaubt es uns, Proteine in einer natürlichen Membran in ihrer genauen dreidimensionalen Struktur anzuschauen.“ Ein besonderer Trick bei diesem Vorgehen ist die Verwendung von einzelnen Fluor-Substituenten als Markierung. Das Element kommt in biologischen Geweben nicht vor, weshalb kein Hintergrundrauschen die NMR-Messung verfälschen kann. Die Sensitivität des Messverfahrens ist dabei extrem hoch, und die gute Auflösung erlaubt es, die markierten Segmente gezielt sichtbar zu machen.

Heute wenden die Forscher rund um Ulrich ihre Methode routinemäßig an. Wenn alles gut läuft, kann innerhalb von sechs Wochen die dreidimensionale Struktur eines Peptidmoleküls in einer Lipiddoppelschicht aufgeklärt werden – bis vor Kurzem brauchten die Wissenschaftler unter Verwendung der klassischen Methoden dafür noch mehrere Jahre. So ist das Vorgehen auch im Hinblick auf die Struktur-Funktions-Beziehungen von membranaktiven Peptiden enorm fruchtbar. Zum Beispiel gelang es den Forschern um Ulrich herauszufinden, wie antimikrobielle Peptide, die in der Haut von Fröschen und im menschlichen Schweiß vorkommen, die Zellmembran von Bakterien angreifen: Anders als die meisten bisher von der Pharmaindustrie entwickelten Antibiotika gruppieren sich diese Moleküle an der Hülle eines Krankheitserregers und bilden darin eine Pore – das Bakterium wird gewissermaßen durchlöchert und sein Inhalt läuft aus. Dieser Mechanismus zielt auf die physikalischen Eigenschaften der Membran ab, sodass sich das Bakterium nicht durch evolutionäre Mutationen anpassen und eine Resistenz gegen die Substanz entwickeln kann, was im Hinblick auf die Suche nach neuen Antibiotika sehr vielversprechend ist. Mit dem neuen Festkörper-NMR-Verfahren klärte die Ulrich-Gruppe die molekulare Architektur unterschiedlicher Peptide auf und kann nun an mehreren Beispielen genau erklären, wie es jeweils zur Gruppierung der Moleküle und damit zur Porenbildung kommt. Eine fein abgestimmte Selektivität sorgt dabei dafür, dass die eigenen Zellmembranen des Wirts nicht angegriffen werden.

Antimikrobielle Peptide wie Gramicidin S bilden in den Membranen von Bakterien Poren und sorgen dafür, dass der Zellinhalt der Mikroorganismen ausläuft. © Prof. Dr. Anne S. Ulrich

Interessanterweise ähneln einige antimikrobielle Peptide in ihrem chemischen Aufbau den sogenannten Fusionspeptiden, die von einem angreifenden Virus quasi wie eine Harpune in die Membran der Wirtszelle geschleudert werden und zur Verschmelzung der beiden Membranhüllen führen. Vergleichende NMR-Messungen haben gezeigt, dass beide Arten von Peptiden ähnlich starke mechanische Störungen der Lipiddoppelschicht hervorrufen können, wenn sie miteinander in unspezifische Wechselwirkung treten. Dabei sind die antimikrobiellen Moleküle allerdings von Natur aus so optimiert, dass dies üblicherweise nicht passiert, und einige wenige molekulare „Geschosse“ können eine kontrollierte Porenbildung gezielt bewerkstelligen. Eine Fusionsmaschinerie macht diese Waffen hingegen erst über eine mehrstufige Kaskade scharf, da sie sonst unkontrolliert aneinander kleben bleiben würden. Wenn diese fusogenen Peptide nun freien Lauf bekämen, würden sie sich zu Fibrillen zusammenlagern, wie sie ähnlich auch im Gewebe von Alzheimer-Patienten gefunden wurden, und würden dabei die Membran im Nu zerstören.

Signalweiterleitung auf frischer Tat ertappen

In diesem Modell ist zu erkennen, wie ein Dimer aus E5-Molekülen das Papillomavirus an das Dimer eines Membranrezeptors in einer Membran bindet, der eigentlich von Hormonen aktiviert wird. © Prof. Dr. Anne S. Ulrich

Ein anderes Beispiel kommt aus der Signalforschung. Für die Weiterleitung von Informationen zwischen Zellen sind sogenannte Rezeptorproteine verantwortlich, die mit Hilfe von einem oder mehreren Transmembransegmenten in der Membran einer Zelle verankert sind. Dockt zum Beispiel von außen ein Hormon an, dann gruppieren sich zwei Rezeptorproteine so zusammen, dass ihre ins Zellinnere ragenden Bereiche mit zellinternen Signalmolekülen interagieren können, die das Signal dann in den Zellkern oder an andere molekulare Schaltzentralen übertragen.

Welche strukturellen Wechselwirkungen treten nun in den Transmembranbereichen des Rezeptor-Paars auf, wenn es einen Liganden gebunden hat, um diese Information quasi per Hebelwirkung durch die Membran zu leiten? Ulrich und ihr Team untersuchen zurzeit einen Rezeptor, der nicht nur von einem Hormon, sondern auch von dem kleinen membranständigen Protein E5 des Papilloma-Virus angeschaltet werden kann. Letztere Interaktion führt über eine Signalkaskade dazu, dass eine Zelle auf die schiefe Bahn gerät und unkontrolliert wuchert wie eine Krebszelle.

„Mit den Methoden der Kristallografie ist es kaum möglich festzustellen, welche Bereiche des E5-Proteins und des Rezeptors miteinander in Wechselwirkung treten und was dabei räumlich passiert“, sagt Ulrich. Mit einer Kombination verschiedener NMR-Methoden gelang es den Forschern, die molekulare Beschaffenheit von E5 wie auch vom Rezeptor im membrangebundenen Zustand aufzuklären. Beide liegen – für sich betrachtet – bereits bevorzugt als Dimer vor, das heißt als Paar. Der nächste Schritt ist nun, die gemischten Proteine auf frischer Tat zu ertappen. Also dann, wenn E5 an die Membransegmente des Rezeptors bindet und ihm vortäuscht, es habe von außen ein Hormon angedockt.

Neben der Festkörper-NMR hat Ulrich mit ihrer Gruppe am KIT vor Kurzem eine Zirkulardichroismus-Beamline am Synchrotron ANKA installiert. Dieser Teilchenbeschleuniger produziert hochenergetische Strahlung im UV-Bereich, die zur qualitativen Aufklärung von molekularen Strukturen eingesetzt wird, mit einer wesentlich höheren Brillanz als jegliches kommerzielle Laborgerät. „Diese Anlage dient uns für sehr grundlegende Versuche, um zum Beispiel zu klären, ob und wie ein Proteinsegment in einer Membran gefaltet vorliegt, oder ob es aggregiert ist und dabei seine Funktion verloren hat“, sagt Ulrich. Die anschließenden Festkörper-NMR-Messungen der Ulrich-Gruppe an denselben Proben sind dann viel genauer – praktisch bis aufs einzelne Atom und mit der Möglichkeit, sogar die Bewegungen der Moleküle sichtbar zu machen. Die Festkörper-NMR ist die Methode der Wahl, wenn man wissen will, was in oder um eine Membran tatsächlich Schritt für Schritt passiert.

Seiten-Adresse: https://www.gesundheitsindustrie-bw.de/fachbeitrag/aktuell/3d-einblicke-in-die-molekulare-teamarbeit-in-biomembranen