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Die Problemkinder der Proteinbiochemie

Ein wichtiger Teil der Zelleiweiße sitzt in oder an einer Membran. Laut Dr. Dirk Schneider von der Universität Freiburg muß ein Biochemiker jedoch etwas verrückt sein, sie zu untersuchen. Den in der exotischen Umgebung der Lipiddoppelschicht sitzenden Molekülen ist meist nur mit komplizierten Methoden beizukommen. Die Forschung konzentrierte sich daher lange auf wasserlösliche Eiweiße. Schneider und sein Team haben die Herausforderung angenommen. Sie fragen vor allem, wie Membranproteine sich falten und zu Komplexen zusammenlagern.

Etwa ein Viertel bis ein Drittel aller Zellproteine befinden sich in einer biologischen Membran. Da gibt es Transporter für Stoffe, die die Zelle aufnehmen oder abgeben muss. Oder Rezeptoren für die Zellkommunikation. Und auch elementare Vorgänge der Photosynthese und der Atmung finden in und an den Membranen im Zellinneren statt. Rund zwei Drittel aller Medikamente greifen daher genau hier an. Ein klassisches Beispiel ist das Aspirin, das ein membranassoziiertes Protein blockiert und so die Synthese von Signalstoffen verhindert, die entzündliche Reaktionen und Schmerzempfinden auslösen. „Aber Membranproteine zu untersuchen ist ein totaler Graus“, sagt Dr. Dirk Schneider vom Institut für Biochemie und Molekularbiologie der Universität Freiburg. Man kann sie nur schlecht in einem großen Maßstab in Bakterien herstellen und erst recht nicht ohne weiteres reinigen. Für ihre Funktion in der Lipiddoppelschicht müssen Membranproteine möglichst wasserscheu sein und verklumpen daher, wenn Biochemiker sie in Lösung bringen wollen.

Ein raffiniertes Testsystem

Schneider und seine Mitarbeiter beschäftigen sich trotzdem mit diesen Problemkindern. Von der linearen Kette aus Aminosäuren, die in der Zelle anhand der DNA-Vorlage hergestellt wird, bis zum dreidimensionalen Proteinkomplex, der in der Membran sitzt und eine genau definierte räumliche Ausrichtung besitzt, ist es ein weiter Weg. Membranproteine werden normalerweise direkt in die Membran hinein synthetisiert. Wie finden sie in der Umgebung aus Lipiden die richtige Form? Wie falten sie sich? Wie bilden sie zum Beispiel die Kanäle aus, durch die Ionen strömen können?

Wissenschaftler nehmen an, dass hierfür Bereiche wichtig sind, die als alpha-Helices bezeichnet werden. Diese Bereiche sind in sich verdrillte Ketten. Die einzelnen Aminosäurebestandteile richten sich so gegeneinander aus, dass sie in der Membran ihre fettliebenden Fortsätze nach außen strecken – perfekt für einen Aufenthalt in der Lipiddoppelschicht. Die meisten Membranproteine haben mehrere solche alpha-Helices, die sich innerhalb der Membran einander annähern. Dadurch kommen entfernte Bereiche des Proteins miteinander in Berührung: Eine dreidimensionale Struktur entsteht.

Zu sehen sind mehrere verschiedene Modelle von kompliziert gefalteten Proteinen.
Diese Proteine dienen den Forschern um Dr. Dirk Schneider als Modelle. Von links nach rechts: zwei alpha-Helices, Glykophorin A, Cytochrom b6, GlpF © Dr. Dirk Schneider

„Warum interagieren alpha-Helices?“, fragt Schneider. „Welche Aminosäuren wechselwirken hier miteinander? Gibt es andere Moleküle, die dabei assistieren?“ Um solche Fragen zu untersuchen, hat Schneider während seiner Postdoc-Zeit in den USA ein Testsystem in dem Bakterium E. coli entwickelt. Mit diesem System können die Freiburger Wissenschaftler heute zum Beispiel zwei in ihrer Aminosäureabfolge genau definierte alpha-Helices in die Lipiddoppelschicht der bakteriellen Zellmembran einführen. Auf der Innenseite besitzen die zwei Helices komplementäre Moleküle als Anhängsel. Diese Moleküle funktionieren wie Schlüssel und Schloss. Vereinigen sie sich, können sie die DNA im Zellinneren aktivieren. Die DNA ist so manipuliert, dass die aktivierte Bakterienzelle ein vorher erzeugtes Farbsignal ändert. Die Biochemiker können damit genau feststellen, wie nah sich die zwei alpha-Helices kommen, denn das Farbsignal verändert sich nur, wenn es eine Vereinigung zwischen Schlüssel und Schloss gibt. Das System erlaubt raffinierte Experimente: Die Forscher können zum Beispiel einzelne Aminosäuren in den Helices auswechseln und prüfen, ob die Bindung zwischen den zwei Ketten dadurch enger oder loser wird. So können sie den Beitrag jedes einzelnen Bausteins abschätzen.

Gibt es molekulare Assistenten?

Mit diesem Verfahren haben die Freiburger zum Beispiel das Membranprotein Glycophorin A untersucht, das in der Zellmembran von roten Blutkörperchen sitzt. Dieses Molekül besitzt eine einzelne alpha-Helix in der Membran. Zwei solcher Helices lagern sich eng zusammen und verbrüdern damit zwei Glycophorine. Die Zusammenlagerung wird enger, wenn an bestimmten Stellen in der Helix besonders kleine Aminosäuren vorkommen. Offenbar verringert der Austausch den Abstand zwischen den zwei Helices. Kommen die Helices sich sehr nahe, dann bilden sich Bindungen zwischen ihnen aus. Schneider und sein Team fanden heraus, dass diese enge Zusammenlagerung nicht nur durch die besonders kleine Aminosäure Glycin, sondern auch durch andere kleine Aminosäuren bewirkt werden kann. Einen ähnlichen Befund ergab die Untersuchung von sogenannten Rezeptortyrosin-Kinasen. Das sind Membranproteine, die äußere Signale ins Zellinnere leiten können. Es gibt Krankheiten wie etwa bestimmte Krebserkrankungen, bei denen die alpha-Helices von Rezeptor-Tyrosinkinasen mutiert sind. Das Protein ist dann ständig aktiv und meldet die Anwesenheit von Signalen, obwohl überhaupt keine vorhanden sind. „Bisher hatte man angenommen, dass die alpha-Helices der Rezeptortyrosin-Kinasen die Moleküle nur in der Membran verankern“, sagt Schneider. „Aber wir haben mit unserem Testsystem gezeigt, dass auch eine echte Interaktion zwischen den Helices stattfindet und notwendig für ein korrektes Funktionieren der Proteine sein kann.“

Zu sehen ist eine Zeichnung: quer eine angedeutete Membran, darin links zwei Helices, die sich nach rechts gehend immer weiter annähern. Unterhalb der Membran verbinden sich schließlich zwei komplementäre Anhängsel und wechselwirken mit der DNA, die unter ihnen eingezeichnet ist.
Die Funktionsweise des Testsystems zur Untersuchung von alpha-Helices in einer Membran. © Dr. Dirk Schneider

Proteine wie Glycophorin A oder die Rezeptor-Tyrosinkinasen schaffen es offenbar alleine, Haltung anzunehmen. Andere jedoch brauchen Hilfe. Im Falle des Membranproteins Cytochrom b6, das eine wichtige Rolle beim Elektronentransport der Photosynthese spielt, konnten die Forscher um Schneider die Funktion des Kofaktors Häm bei der Proteinfaltung entschlüsseln. Häm ist eine Komplexverbindung, die in ihrem Zentrum ein Eisenatom besitzt und an verschiedene Proteine gebunden sein kann, wie etwa an Hämoglobin im Blut. Cytochrom b6 trägt zwei Häm-Gruppen. Außerdem besitzt es vier alpha-Helices, die in der Membran verankert sind. Durch eine Blockade der Bindungsstelle für den Cofaktor konnten Schneider und seine Mitarbeiter feststellen, dass Häm für die korrekte Faltung des Cytochroms in der Membran essenziell ist. Künstliche Aminosäureaustausche in verschiedenen Bereichen des Proteins enthüllten ihnen außerdem die einzelnen Schritte der Faltung und hierfür entscheidende Aminosäuren. In Zukunft möchten die Forscher herausfinden, ob und wie die vier alpha-Helices miteinander interagieren. „Ich möchte einmal jeden Schritt der Faltung eines Membranproteins nachvollziehen können“, sagt Schneider. „Vom Anfang bis zum Ende.“

Eingriffe möglich?

Verstehen die Forscher, wie die alpha-Helices von Membranproteinen miteinander wechselwirken, können sie eines Tages vielleicht sogar Eingriffe in gestörte Signalsysteme der Zelle vornehmen. Erste Versuche anderer Forschungsgruppen zeigten bereits, dass sich bestimmte isolierte alpha-Helices sehr gut zwischen die alpha-Helices von Rezeptor-Tyrosinkinasen einlagern können. Damit stören sie die Struktur der Moleküle und stellen zum Beispiel ihre Aktivität ab, was bei einigen Krankheiten durchaus von Vorteil sein könnte. „Hier ist man natürlich noch sehr am Anfang“, sagt Schneider. Sie weiterhin beiseite lassen sollte man jedoch nicht – die Problemkinder der Proteinbiochemie.

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